CONTROL DE CALIDAD EN MICROBIOLOGIA

MANUAL DE CALIDAD EN MICROBIOLOGIA

INTRODUCCION

El laboratorio clínico de microbiología requiere para su correcto funcionamiento de un adecuado y constante control de calidad sobre todo en las etapas de recepción , manejo y reporte de especimenes clínicos.
En general este control debe identificar, monitorear, evaluar y aprobar metodologías relativas al cuidado del paciente.

Un programa de control de calidad debe incluir además un Manual de Procedimientos, validación de metodologías y equipos, el desarrollo de ciclos de educación continuada, elementos de Bioseguridad y una supervisión sobre los reportes generados.

El Aseguramiento de la Calidad, es un concepto un tanto más difícil de cuantificar que el control de calidad, ya que su foco es el impacto de las pruebas de laboratorio en el cuidado del paciente, este control nos indica que tan bueno es nuestro trabajo y establece mecanismos para asegurar la generación de información de utilidad clínica rápida y segura. Este concepto incluye entrenamiento y calificación del personal, evaluación de los reportes, rapidez y seguridad diagnóstica, certificación de los laboratorios, controles externos, etc.

El Control de Calidad y el Aseguramiento de la Calidad son similares en sus propósitos, aunque su significado y su manera de funcionar sean diferentes; sin embargo, ambos conceptos deben desarrollarse interactivamente durante un programa de control de calidad.

El control de calidad en el laboratorio tiene como objetivo, que el producto final del trabajo tenga un grado aceptable de seguridad , de conformidad con los límites establecidos. Debido a que la mayoría de los resultados en microbiología son producto de interpretaciones y evaluación de reacciones bioquímicas de seres vivos, donde la capacidad y experiencia del evaluador tienen un gran valor, los cálculos de coeficientes de variación y desviaciones estándares que son parte de funciones analíticas, tienen poca aplicación en el laboratorio de microbiología.

Un programa de control de calidad debe contar con los siguientes elementos mínimos:
Las pruebas y los procedimientos.
Verificación y validación del test.
Manual de procedimientos.
Mantenimiento de reportes y libros de registros.
Evaluación del personal.
Controles externos.

GUIA PARA LA COLECCIÓN DE ESPECIMENES CLINICOS

Abscesos, Fístulas y Heridas:

Limpie la superficie del absceso o herida con solución salina estéril o alcohol etílico al 70%.
Si el absceso es cerrado, preferiblemente aspire con aguja la muestra de la base o de la pared de la lesión Cultive por anaerobios también.
En caso de absceso abierto, fístula o herida, introduzca un hisopo profundamente dentro de la lesión, sin tocar el área superficial ya que puede introducir en la muestra bacterias que están colonizando la superficie y no están envueltas en el proceso infeccioso.
No cultive lesiones secas, a menos que esté presente el exudado.
De ser necesario, puede refrigerar la muestra hasta por 1 hora antes de enviar al laboratorio.
No envíe solo pus, ya que ésta no es representativa de la lesión. La base y bordes activos de la lesión son más apropiados.

HEMOCULTIVOS:

Desinfecte el tapón de caucho del frasco de hemocultivos con alcohol etílico al 70%. No utilice solución de yodo para limpiar el caucho.
Asépticamente desinfecte el sitio de la venopunción con alcohol etílico al 70% y luego con una preparación de yodo en círculos concéntricos hacia fuera del sitio elegido. Espere que el yodo seque y realice la punción sin palpar de nuevo.
Coleccione la muestra de sangre a razón de 0.5 – 2 ml para niños y 5-10 ml para adultos en cada frasco. El volumen de sangre a cultivar es el factor más importante en la recuperación del microorganismo.
Cada frasco debe ser servido con una punción diferente en diferentes tiempos, a menos que utilice a la vez frascos para organismos aeróbicos y anaeróbicos. Nunca llenar todos los frascos con sangre provenientes de una sola punción.
No tomar sangre del catéter, a menos que se esté realizando un estudio epidemiológico.

QUEMADURAS:

Limpiar y desbridar la superficie de la quemadura antes de proceder a coleccionar la muestra.
Una pequeña cantidad de tejido puede ser apropiada para el cultivo.
Si hay supuración utilice el sistema de extracción al vació
Solicite cultivo aerobio solamente.

CATETER:

Limpie la piel alrededor del catéter con alcohol etílico al 70%.
Asépticamente remueva el catéter y corte 5 cm de la punta distal y colóquela en un tubo o envase estéril sin medio de cultivo.
Transporte inmediatamente al laboratorio para prevenir la desecación.

LIQUIDO CEFALORRAQUIDEO:

Asépticamente desinfecte con tintura de yodo al 2%.
Inserte una aguja con estilete en el inter espacio L3-L4, L4-L5 (niños) ó L5-S1.
Mida la presión del líquido.
Coleccione de 1 – 3 ml de LCR en 4 tubos estériles previamente rotulados.
Ordene en los tubos: Química, celularidad, frotis, cultivo, aglutinaciones.
Si no logra obtener suficiente líquido, envíe lo colectado al laboratorio de microbiología primero.
Envíe inmediatamente al laboratorio.
Nunca refrigere el líquido cefalorraquídeo.
En la requisición con los datos del paciente indique la edad y si ha habido medicación previa.

OIDO:

La timpanocentesis está reservada para casos complicados, recurrentes, que no responden a la medicación y otitis media crónica.
El espécimen de elección es un aspirado del tímpano, ya que éste fluido representa el proceso infeccioso, no así la flora del canal externo del oído.
El hisopo no es recomendado para la colección de muestra para diagnosticar otitis media, ya que puede contaminarse con la flora externa. Solo en caso de ruptura del tímpano, se puede usar el hisopo para recoger el líquido.
En éste caso se debe limpiar previamente con un antiséptico el canal del oído externo.
Indique en la orden médica si se trata de secreción de oído interno, o externo o líquido de timpanocentesis.
No refrigere la muestra.
No solicite cultivo por anaerobios.
Transporte la muestra rápidamente al laboratorio.

HECES:

Coloque la muestra dentro de un envase limpio, con cierre hermético y no necesariamente estéril. No solicite frotis por gram.
No cultive si la muestra es dura o bien formada.
Para estudios por Rotavirus y Clostridium difficile, envíe solo muestra diarreica, y no utilice hisopo.

LIQUIDOS CORPORALES : LIQUIDO PERITONEAL, ASCITICO, BILIS, SINOVIAL, PERITONEAL, PERICARDICO, PLEURAL Y TORACICO :

Desinfecte el área con tintura de yodo al 2%.
Obtenga la muestra vía aspiración con aguja percutanea o cirugía.
Transporte inmediatamente al laboratorio.
Puede enviar la muestra para cultivo inoculándola en una botella para hemocultivos. Anótelo en el rótulo.
Siempre envíe una apropiada cantidad de líquido, dependiendo de las pruebas que requiera.
Nunca envíe la muestra en hisopo.

SECRECION DE GLANDULA DE BARTHOLINO:

Limpie los genitales externos con agua y jabón y descarte el exceso de secreción.
El pus del absceso de la glándula puede ser colectado por palpación digital del ducto. Solicite frotis y cultivo por Gonococos.
Aspire el líquido del ducto preferiblemente con aguja y jeringa.
Puede utilizar un sistema de transporte para anaerobios.




CERVICAL O ENDOCERVICAL:

Visualice el cérvix utilizando un especulo sin lubricante. Limpie el excedente de secreción.
Remueva la mucosa y secreción del canal con un hisopo y descártelo.
Con un nuevo hisopo estéril de alginato de calcio, dacrón o algodón no tóxico, obtenga muestra del canal endocervical.
Preferiblemente inocule la muestra en un plato de Thayer-Martin y el resto envíelo al laboratorio.
Con otro hisopo coleccione muestra para colocarla en una placa para frotis.
Un cultivo anal puede ser colectado para acompañar la muestra cervical cuando se sospecha N.gonorrhoeae, ya que el recto podría ser el único sitio positivo
Post-tratamiento.
No refrigere la muestra. Envíe pronto al laboratorio de microbiología.

VAGINAL:

El cultivo rutinario de secreción vaginal no es apropiado debido a la presencia de alto número de microorganismos saprofitos en el área que hacen difícil la interpretación del cultivo.
Descarte el exceso de secreciones externas
Obtenga la secreción de la mucosa vaginal con un palillo estéril no tóxico o con una pipeta.
Con otro palillo obtenga una muestra y colóquela en una placa para frotis directo. Esta placa puede servir también para confirmar vaginosis bacteriana, candidiasis vaginal o Tricomoniasis.
No solicite cultivo por anaerobios.

SECRECION PROSTATICA:

Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente a orinado.
Limpie el meato urinario con jabón antiséptico y agua.
Proceda a masajear la próstata a través del recto.
Coleccione el fluido en un hisopo estéril y no tóxico o en un tubo estéril.
También es muy útil para recuperar gonococos el cultivo de orina después del masaje prostático.


SECRECION URETRAL VARONES:

Colecte la muestra al menos 1 hora después que el paciente ha orinado.
Inserte un hisopo urogenital 2-4 cm dentro del lumen de la uretra.
Rote el hisopo..
Preferiblemente inocule directamente en un medio de Thayer-Martin.
Utilice otro hisopo para tomar muestra para el frotis directo.
La placa debe ser hecha en el sitio.
No refrigere la muestra.
Envíe rápidamente al laboratorio. Solicite antígenos por Chlamydia y cultivo por Mycoplasma.
No solicite cultivo por anaerobios.

NASAL:

Inserte un hisopo humedecido con solución salina estéril +/- 2 cm dentro de la fosa nasal.
Rote el hisopo contra la mucosa nasal. Colóquelo en un medio de transporte.
Envíe al laboratorio
El cultivo de la fosa nasal anterior, solo está reservado para la detección de portadores de Staphylococcus aureus y/o Estreptococos betahemolíticos o en caso de lesión.
No refrigere la muestra.
El cultivo nasal no predice el agente etiológico de infecciones en oído medio o el tracto respiratorio inferior.
No cultive por anaerobios.

NASOFARINGEO:

La muestra debe ser tomada evitando la contaminación con la flora nasal u oral.
Lentamente inserte un hisopo de alginato de calcio dentro de la nasofaringe posterior, vía fosas nasales. Puede usar un especulo nasal.
Rote lentamente el hisopo para absorber secreción.
Inocule en medios de agar sangre y agar chocolate en el sitio o envíe al laboratorio.
La muestra nasofaríngea es muy útil para detectar portadores de Meningococos o en caso de sospecha de tos ferina.
El cultivo rutinario de la nasofaringe no es recomendado.

FARINGE:

Utilizando una baja lengua presione la lengua hacia abajo para observar los pilares de la faringe y el área tonsilar para localizar el área de inflamación y exudado.
Utilizando un hisopo de alginato de calcio o de Dacrón, rote el mismo sobre el área de exudado, las tonsilas y faringe posterior.
No toque el resto del área de la cavidad oral o los dientes.
Envíe al laboratorio.
No solicite frotis directo de faringe.
Indique si requiere cultivo o prueba directa de detección de antígenos.
Indique si hay sospecha de otro patógeno diferente a Estreptococos betahemolíticos (Ejemplo N. Gonorrhoeae).
El cultivo de faringe está contraindicado en pacientes con epiglotis inflamada.

ESPUTO POR EXPECTORACION:

El esputo podría no ser la muestra apropiada para determinar el agente etiológico de neumonía bacteriana. La sangre, el lavado bronquial o el aspirado transtraqueal son más seguros.
Es recomendable que la muestra sea tomada en la mañana al levantarse.
Haga que el paciente se enjuague la boca con agua antes de expectorar, para remover la flora superficial oral.
Si el paciente tiene dentadura postiza, se la debe quitar.
Instruya al paciente para que tosa con fuerza y profundo, tal que obtenga un esputo que provenga del tracto respiratorio inferior. Explíquele que es el esputo.
Depositarlo directamente en un envase estéril. No colecte saliva ni fluido post-nasal. Ordene un frotis por gram para confirmar la validez del esputo.
Para pacientes pediátricos que no pueden producir la muestra apropiada, un terapista respiratorio puede colectar la muestra por succión.
Si la muestra no puede ser llevada al laboratorio, puede refrigerarse.
Indique en la orden médica los microorganismos de interés, ya sea por bacterias, hongos o micobacterias, cada una con un formulario diferente.
Para el diagnóstico de la tuberculosis colecte 2 muestras en días consecutivos.


ESPUTO INDUCIDO:

Haga que el paciente se enjuague la boca con agua.
Con ayuda de un nebulizador, haga que el paciente inhale aerosoles de una solución salina estéril al 3-10%.
Colecte el esputo inducido en un envase estéril.

ASPIRADO TRAQUEAL:

Colecte el espécimen a través de una traqueotomía o tubo endotraqueal.
Con cuidado pase el catéter de polyetileno a través del sitio dentro de la tráquea.
Aspire el material de la tráquea utilizando una jeringuilla o un succionador intermitente.
Remueva el catéter y descarte la jeringuilla.
Envíe al laboratorio.
No refrigere la muestra.

ASPIRADO TRANSTRAQUEAL:

Utilice este método cuando su resultado puede influir grandemente en la terapia, cuando los procedimientos no invasivos no han sido productivos, cuando la infección no está siendo controlada, cuando se sospeche infección por anaerobios o cuando el paciente está comatoso.
Anestesie la piel del sitio de la colección y prepare asépticamente el área.
Inserte una aguja calibre 14 a través de la membrana cricotiroidea.
Pase un catéter de polyetileno calibre 16 a través de la aguja hacia la tráquea inferior. Remueva la aguja.
Aspire la secreción con una jeringuilla de 20 ml o un succionador.
Si la secreción es escasa, inyecte lentamente de 2 a 4 ml de solución salina estéril para inducir la tos, lo que usualmente produce un adecuado especimen.
Envíe el envase colector con el tubo incrustado al laboratorio prontamente.
Evite la entrada de aire al envase colector.
No refrigere la muestra.







ORINA POR VACIADO DIRECTO:

Se recomienda recoger la primera orina de la mañana al despertar.
Lave los genitales con jabón y abundante agua. Secar con un paño limpio.
Dejar escapar la primera porción de orina y a continuación recoger la muestra directamente en un envase estéril.
Enviar inmediatamente al laboratorio. Si no se puede, refrigerar la orina hasta por 2 horas.
No utilizar orina de pool de 24 horas.
No solicitar cultivo por anaerobios.
El frotis directo por Gram de orina de mujeres recolectadas por vaciado directo, no es del todo confiable, ya puede estar contaminado por microorganismos de la flora normal vaginal.

ORINA POR ASPIRACION SUPRAPUBICA:

Mediante técnicas asépticas descontamine y anestesie el área de la punción.
Introduzca la aguja calibre 22 dentro de la vejiga entre el pubis y el ombligo.
Aspire alrededor de 20 ml de la vejiga y transfiera la orina asépticamente a un envase estéril o tape la aguja y envíe la jeringuilla.
Enviar inmediatamente al laboratorio, o refrigerar.
Esta técnica evita la contaminación de la orina por microorganismos de la uretra o perianales.
Es útil cuando se sospecha infección por anaerobios, en pacientes pediátricos si hay problema en la colección de la orina, pacientes con trauma en la médula espinal y en general en aquellos en que el método del vaciado directo o cateterización no ha sido posible.
Indique en la orden médica cuando la orina ha sido colectada por punción suprapúbica.



TRANSPORTE DE LA MUESTRA

La mayoría de las especies bacterianas son vulnerables a demoras en su procesamiento, cambios de temperatura, humedad, etc.

Durante el transporte las bacterias de rápido crecimiento, pueden crecer sobre los patógenos más fastidiosos y de crecimiento lento o con requerimientos especiales, por lo que es vital en el éxito del cultivo que la muestra sea transportada y procesada con la celeridad necesaria.

Todas las muestras deben ser enviadas inmediatamente al laboratorio después de colectadas. Se debe instruir al personal médico, de enfermería y mensajeros en la importancia de un transporte expedito de las muestras clínicas.

En los casos en que el transporte o el procesamiento pudieran demorar, se establecen a continuación las condiciones de temperatura para algunos tipos de muestras:


CRITERIOS DE RECHAZO DE MUESTRAS CLINICAS:

El personal del laboratorio debe tener siempre presente que los especímenes clínicos que son enviados para su evaluación, representan elementos de suma importancia en la detección, evaluación y control de enfermedades potencialmente peligrosas que aquejan al paciente y que la rapidez y eficiencia con que se logre obtener información de utilidad clínica de las mismas, tendrá repercusiones directas en la salud del paciente, el manejo racional y adecuado de los recursos del laboratorio, la seguridad del resto de los pacientes y el personal que allí labora, el control de los antibióticos, el tiempo de hospitalización, disminución de costos de operaciones y en general la credibilidad del laboratorio y el hospital en general.

Por todo lo anterior las muestras que son recibidas por el laboratorio, deben ser apropiadamente colectadas, transportadas y procesadas. Estas muestras deben representar la causa probable de infección, de lo contrario el procesamiento y reporte de muestras no adecuadas puede proveer información equivocada, lo cual puede llevar a un mal diagnóstico y por consiguiente fallas en el tratamiento que pueden poner en peligro la vida del paciente.
Consecuentemente, el laboratorio debe poner en ejecución una política estricta de aceptabilidad y rechazo de muestras clínicas.


Causales de rechazo de muestras clínicas:

· Muestras no rotuladas o sin identificación.
· Discrepancia en la identificación del paciente y la muestra.
· Envase inapropiado o medio de transporte inadecuado.
· Demora prolongada en enviar la muestra al laboratorio.
· Duplicación de muestra del mismo paciente dentro de 24h, excepto sangre.
· No indicar tipo de muestra o procedencia.
· No indicar tipo de examen en la orden.
· Muestra con preservativos.
· Muestra derramada o rotura del envase.
· Hisopos secos.
· Muestra para anaerobios en envase inapropiado.
· Cultivo por anaerobios de muestras con flora anaeróbica normal.
· Frotis de Gram. por N. gonorrhoeae de muestras de cérvix, vagina y cripta anal, ya que pueden haber Neisserias saprófitas en el área.
· Cultivo por anaerobios de orina colectada por vaciado directo.
· Orina colectada de la bolsa del catéter.
· Saliva.
· Frotis directo por Gram de hisopos.
· Volumen inadecuado.
· Contaminación obvia de la muestra.

Nota: El rechazo de una muestra debe estar acompañado de la solicitud de un nuevo especímen. Es conveniente notificarlo directamente al médico solicitante.


MUESTRAS URGENTES
· Sangre.
· LCR. ( Su estudio tiene Prioridad sobre cualquier otra muestra o trabajo ).
· Aspirado Transtraqueal
· Líquido pericardico.
· Líquido amniótico.
· Tracto respiratorio inferior.
· Muestras quirúrgicas de la sala de CIC.
· Líquido articular ( Artritis séptica ).
· Biopsia de Pulmón.

Nota: Cuando estas muestras se encuentran rotuladas con la advertencia de Urgente, los resultados deben ser informados inmediatamente.




CONTROL DE CALIDAD

CONTROL DE CALIDAD DE LOS MEDIOS DE CULTIVO:

Los medios de cultivo deshidratados son higroscópicos y la absorción de agua del exterior, así como la formación de agua dentro de la botella como consecuencia de las fluctuaciones de temperatura en el ambiente, favorecen el crecimiento bacteriano. Esto puede conducir al consumo de nutrientes, variaciones de Ph y cambios en el color del medio. Además la exposición a la luz puede llevar a importantes alteraciones en los constituyentes del medio de cultivo.

Tomando en cuenta los factores antes señalados, los medios de cultivo deshidratados deben almacenarse siempre en lugares frescos, a temperatura ambiente y protegidos contra la humedad y la luz. La mayoría de los suplementos se guardan en refrigeración. Utilizando condiciones de almacenamiento adecuadas, los medios elaborados en polvo tienen una vida útil de al menos 3 años. El material que ha sufrido cambios substanciales, tales como hidratación, endurecimiento y cambio de color, deben descartarse.

Se debe mantener un registro de cada frasco de medio de cultivo deshidratado, con el nombre del producto, nombre y número telefónico de la casa proveedora, número de control del frasco, fecha de recibo, fecha de expiración, número de lote y fecha en que se abrió el frasco.

El grado de disolución de un medio deshidratado, así como la eficacia del mismo ya preparado, depende en gran medida del procedimiento empleado en la rehidratación. Se recomienda utilizar agua recién destilada o completamente desmineralizada y un erlenmeyer con capacidad del doble del medio que se quiere preparar. Si el medio va a distribuirse en tubos, debe agitarse constantemente para asegurar una adecuada homogenización al momento de servirlos.

Cuando se va a esterilizar, debe asegurarse en seguir las instrucciones de tiempo, presión y temperatura para la obtención de medios de cultivo óptimos. Una temperatura de 121 °C , presión de 15 libras y un tiempo de esterilización de 15 minutos, son suficientes para la mayoría de los medios.

El medio esterilizado debe ser enfriado a 45°-60°C en un baño maría, para evitar la formación de agua de condensación. Al ser vertidos en las placas Petri, evitar la formación de burbujas y coágulos. Durante el proceso de servida, debe tomarse una muestra del medio para realizar el control de calidad por esterilidad y eficiencia.

El medio de cultivo reconstituido tiene una vida útil limitada. Si no se emplea de inmediato, debe almacenarse bajo condiciones apropiadas para garantizar su utilidad durante un periodo de tiempo.

El almacenamiento a 4°C es el mejor para la mayoría de los medios. Sin embargo, aquellos que contienen Tioglicolato, deben guardarse a
Temperatura ambiente.

Los medios deben mantenerse preferiblemente en sitios oscuros, ya que la luz puede afectar algunos de sus componentes. Para evitar la desecación se aconseja que se guarden en bolsas plásticas bien cerradas. Los platos Petri almacenados así, deben mantenerse con el fondo hacia arriba.
Dado que los medios almacenados en refrigeración, cuando pasan a temperatura ambiente tienden a formar agua de condensación en la superficie, se recomienda poner los platos Petri en la incubadora a 35°C por 2 horas, colocándolos con el fondo hacia arriba para obtener una superficie seca.

Esto es particularmente importante para que el agua no afecte la individualidad de las colonias en el aislamiento o en los casos de pruebas de sensibilidad a los antibióticos en los que el exceso de agua puede afectar la dilución de las colonias y Por ende la lectura del halo de inhibición.

Cada lote preparado de medio de cultivo se prueba antes de su uso rutinario, por eficiencia o calidad, mediante la inoculación de microorganismos cuyo comportamiento conocemos, tanto para reacciones positivas como negativas.
Puede utilizarse para ello cepas bacterianas domésticas o cepas control comerciales ( ATCC ).

Se debe guardar un libro de registro de los resultados obtenidos.
Evite el congelamiento de los medios preparados o la sangre de carnero.
Al colocar en la refrigeradora los medios preparados, debe colocar los de más reciente preparación al fondo y los mas viejos adelante.
Rotular todos los medios preparados, tanto en platos Petri como en tubos, indicando además, la fecha de preparación y expiración.


PRUEBAS BASICAS DE CONTROL DE CALIDAD DE MEDIOS PREPARADOS:

· Ph
· Esterilidad
· Capacidad de crecimiento y reacción
· Estabilidad

CRITERIOS DE CALIDAD DE LOS MEDIOS PREPARADOS:

· Rajadura del plato o envase.
· Rajadura en la superficie del medio.
· Variaciones en el volumen del medio.
· Hemólisis.
· Cristales en el medio.
· Presencia de burbujas.
· Presencia de coágulos.
· Cambio de color normal.
· Contaminación.
· Falla en la inhibición de microorganismos saprófitos.

FALLAS Y CAUSAS EN LA PREPARACION DE MEDIOS DE CULTIVO:

· Valor de Ph incorrecto:
· Medir el Ph por encima de los 25°C.
· Sobrecalentamiento en la esterilización, vuelta a fundir o calentamiento prolongado a 50°C.
· Solución incompleta del medio.
· Mala calidad del agua.
· Recipiente mal lavado o con residuos químicos.
· Mala conservación del medio deshidratado o vencido.
· Turbidez o precipitación:
· Mala calidad del agua.
· Sobrecalentamiento.
· Ph incorrecto.
· Solución incompleta.



Oscurecimiento
· Sobrecalentamiento.
· Solución incompleta.
· Alteración del Ph.

Gel blando:
· Bajo porcentaje de agar en el medio.
· Errores en la pesada del medio deshidratado o en los suplementos.
· Sobrecalentamiento.
· Mala homogenización del medio.
· Exceso de agua
· Crecimiento bacteriano pobre:
· Exceso de calentamiento.
· Substancias inhibidoras en el agua o en el recipiente.
· Alteración en el Ph.



EVALUACION DE LA EFICIENCIA DE LOS MEDIOS DE CULTIVO PREPARADOS:

MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION ESPERADA

TSI E. coli ácido/ácido
TSI Shigella flexnerii alcalino/ácido
TSI Pseudomona aeruginosa alcalino/alcalino
SIM Proteus mirabilis movilidad positiva
SIM K. pneumoniae movilidad negativa
Citrato K.pneumoniae color azul. Crece
Citrato E. coli color verde. No crece.
Caldo urea Proteus mirabilis Rojo-Morado. Positivo.
Caldo de urea E. coli color Naranja. Negativo.
Agar sangre Estr.Betahem.Grupo B Crece. Betahemólisis.
Agar sangre S. pneumoniae Crece. Alfahemólisis.
Agar sangre K.pneumoniae Crece. No hemolítico.
McConkey E. coli Crece. Colonias moradas.
McConkey Proteus sp Crece. Colonias claras.
McConkey Estafilococos No crece.
McConkey Sorbitol E.coli 0157:H7 Colonias claras. Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Proteus sp Colonias claras. Sorbitol negativo
McConkey Sorbitol Klebsiella sp Colonias rosadas. Sorbitol positivo
EMB E. coli Brillo metálico
EMB Proteus sp colonias Claras
Manitol Salado Estafilococos Colonias amarillas
Manitol Salado E. coli No crece.
SS agar Salmonella sp Crece. Colonias claras con H2S
SS agar E. coli No crece.
Agar alcohol-fenil etílico Estafilococos Crece.
Agar alcohol-fenil etílico E. coli No crece.
Thayer-Martin N. gonorrhoeae Crece.
Thayer-Martin E. coli No crece.


MEDIO DE CULTIVO ORGANISMO CONTROL REACCION ESPERADA

Lysina decarboxylasa Citrobacter freundii alcalino/ácido H2S +
Lysina decarboxylasa Proteus vulgaris Rojo/ácido H2S -
Lysina decarboxylasa Salmonella arizonae Alcalino/alcalino H2S +
Bili-Esculina Streptococcus mitis Incoloro
Bili-Esculina Enterococcus faecalis Negro
Caldo Malonato Klebsiella pneumoniae Azul
Caldo Malonato E. coli No cambia el color
NaCl 6.5% Streptococcus mitis No crece
NaCl 6.5% Enterococcus faecalis Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Levaduras Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Dermatofitos Crece
Sabouraud-Dextrosa agar Estafilococos Crece
Mycosel agar Levaduras Crece
Tioglicolato Flora mixta Crece
Selenita Flora mixta Crece en menos de 24h
Caldo Cerebro-Corazón Flora mixta Crece

CONTROL DE CALIDAD DE LOS SUPLEMENTOS:

Es importante tener en cuenta que los suplementos de los medios de cultivo,pudieran confrontar problemas de eficiencia o inhibición, ya que como todo producto pudiera no haber sido almacenado y/o transportado adecuadamente.
Solo el uso rutinario de los medios de cultivo preparados con éstos suplementos, pudieran darnos la alarma de problemas en los mismos.
Muchos suplementos son lábiles al calor, por ello se añaden al medio después de la esterilización para evitar su deterioro.

En el caso de la sangre de carnero para la preparación del agar sangre, es importante cada vez que se reciba un nuevo lote, anotar su apariencia, observar por presencia de coágulos, hemólisis, número de lote, fecha de recibo y expiración, hacerle una determinación de hemoglobina, la cual debe medir entre los 13.0 - 15.0 g/dl, y por supuesto se debe tomar con una jeringuilla una pequeña muestra del vial para sembrarla en agar sangre y tioglicolato para determinar su esterilidad. También se debe examinar el agar sangre preparado con sangre de carnero, por adecuada formación de hemólisis, especialmente utilizando Estreptococos hemolíticos.

CONTROL DE CALIDAD DE REACTIVOS:

Un elemento fundamental en el trabajo diario del laboratorio, lo constituyen los reactivos, tanto comerciales como de preparación doméstica, que son utilizados en la caracterización de microorganismos. Estos reactivos merecen una especial atención, toda vez que fallas en su funcionamiento pueden generar en identificaciones equivocadas.
Por ello, se recomienda correr controles diarios con las bacterias tipo y seguir estrictamente las indicaciones en cuanto almacenamiento de los reactivos, metodología de la prueba y tiempo de lectura.
Es recomendable que los reactivos comerciales sean examinados inmediatamente cuando se abre un nuevo lote o vial y llevar un registro de su funcionamiento.

REACTIVO MICROORGANISMO REACCION ESPERADA

Coagulasa Staphylococcus aureus Coágulo. Coagulasa positiva
Coagulasa Cepa ATCC 25923 Coágulo. Coagulasa positiva
Coagulasa Stafilococcus epidermidis Inerte. Coagulasa negativa
Oxidasa Pseudomona aeruginosa Negro. Oxidasa positiva
Oxidasa E. coli Inerte. Oxidasa negativa
Catalasa Staphylococcus sp Burbujas. Catalasa positiva
Catalasa Streptococcus sp Inerte . Catalasa negativa
Betalactamasa S. aureus ATCC 29213 Rojo. Positiva
Betalactamasa H. influenzae ATCC 10211 Inerte. Negativa
Optoquina S. pneumoniae Halo de >/= 12 mm
ONPG E. coli Amarillo. Positivo
ONPG Proteus sp Incoloro. Negativo
Ehrlich E. coli Anillo rojo. Indol positivo
Ehrlich K .pneumoniae Incoloro. Indol negativo
Cloruro férrico Proteus sp Verde. Fenilalanina positivo
Cloruro férrico E. coli Incoloro. Fenilalanina negativo



REACTIVO MICROORGANISMO REACCION ESPERADA

Sobres de Anaerobiosis Bacteroides sp Crecimiento en Anaerobiosis
Suero para tubos germinales Candida albicans Tubos germinales positivo


CONTROL DE CALIDAD DE LOS TINTES:

La clasificación correcta de las bacterias de acuerdo a las reacciones bioquímicas, dependen de la pureza, reactividad y estabilidad de los reactivos. La concentración de las soluciones por efecto de la evaporación de los solventes o las variaciones introducidas en los métodos recomendados, puede afectar los resultados de modo adverso. Este es el caso de las tinciones para diferenciar bacterias por su reacción al Gram y la morfología bacteriana, tintes para cápsulas, esporas, etc.

El control de calidad de éstos tintes debe realizarse primero con cada nuevo lote preparado; luego basta con un control cada semana para mantener un grado de seguridad apropiado en su uso.

En el caso de la tinción de Gram, sin lugar a dudas una de las herramientas más importantes del microbiólogo, se recomienda tener especial cuidado con la mezcla de alcohol-acetona para decolorar la placa.

Es posiblemente éste reactivo el que produce mayores problemas ya sea por decoloración excesiva o por débil decoloración de los microorganismos. Es también la etapa de la tinción de Gram en la que el tiempo de exposición es más determinante.
Para facilitar el control de los tintes, se recomienda preparar placas con microorganismos aislados en el trabajo rutinario, utilizando cepas frescas, tomando en cuenta aquellos que pudieran ser más útiles según la tinción a evaluar.
Algunos ejemplos son:

TINCION MICROORGANISMO REACCION ESPERADA

Gram Estafilococo sp Morado. Gram-Positivo.
Gram E. Coli Rosado. Gram-Negativo.
Gram Mezcla de ambos Mezcla de ambas colores.
Zielh-Neelsen Mycobacterium sp Rosadas. BAAR positivo
Zielh-Neelsen E. coli Azul. BAAR negativas.
Kellung S. pneumoniae Detección de cápsula positiva
Kellung E. coli Detección de cápsula negativa
Verde malaquita Clostridium sp Espora de color verde.
Verde malaquita E. coli Célula completa rosada.


ALGUNAS CAUSAS DE ERROR DURANTE LA COLORACION:

· El Cristal Violeta tiende a hacer precipitación, lo cual puede ser causa de observación de estructuras ficticias en el frotis. Si se observa precipitación, proceda a filtrar el tinte.
· La evaporación puede ser causa de mal funcionamiento de los tintes.
· Las laminas porta objeto que no han sido previamente limpiadas o con restos de grasa, pueden ser causa de mala fijación y tinción de la muestra
· Sobrecalentamiento de la lámina porta objeto durante la fijación. El exceso de calor provoca un daño físico en la pared celular de las bacterias que puede afectar la retención de los colorantes.
· Lavado muy fuerte de la placa durante la tinción.
· Proporción no adecuada de los componentes de la tinción.
· Algunos tintes como Safranina y Fucsina básica pueden contaminarse. Si se sospecha esto , cultive 1 ml en Tioglicolato, o descarte el tinte.
· La tinción de Zielh-Neelsen tiene sus limitaciones en cuanto a no ser específica para micobacterias y su baja sensibilidad, ya que el nivel de detección es de 5,000 a 10,000 bacilos por mililitro de esputo. Esto debe ser tenido en cuenta al evaluar una lamina.
· Una Cepa Control positiva, debe ser teñida cada vez que un nuevo lote de tintes para Zielh-Neelsen es preparado y cuando se reciba un nuevo pedido de tintes y reactivos. Se puede utilizar la cepa de Mycobacterium tuberculosis ATCC 25177 como control positivo.

CONTROL DE CALIDAD DE ANTISUEROS:

El mundo de la microbiología ha sido inundado cada vez más por productos comerciales hechos con el objetivo de detectar agentes etiológicos de enfermedades en el menor tiempo posible, con el mayor grado de Especificidad , Sensibilidad y algunos de ellos con la intención de eliminar el cultivo bacteriano como única forma diagnóstica. Estos sistemas actúan algunos con solo la muestra del paciente y otros requieren de la cepa aislada o detectan sus metabolitos.
Estos sistemas se han convertido en un arma imprescindible para el microbiólogo y en muchos casos dan confianza en la seguridad del diagnóstico y en otras se utilizan en la detección de microorganismos difíciles de cultivar.
Estos productos para la detección directa del espécimen o la cepa bacteriana, son considerados exámenes bacterianos y no test serológicos. En forma general éstos kit deben ser probados cada vez que se recibe un nuevo lote y cada vez que se utilicen, se le deben correr sus controles positivo y negativo que vienen con cada kit.

CONSIDERACIONES GENERALES EN EL USO DE ANTISUEROS :

· Los sistemas son para uso exclusivo de diagnóstico in vitro.
· Conservar todos los reactivos en refrigeración.
· Anotar la fecha en que se abre el kit.
· No congelar los reactivos.
· No utilizar los reactivos si se sospecha deterioro de los mismos, tales como si se observa cambio de color, auto aglutinación en el envase, no producen la reacción esperada con los controles respectivos, reactivos contaminados o con signos de evaporación.
· El personal de laboratorio calificado, debe utilizar las técnicas asépticas y las precauciones habituales para protegerse de los agentes infecciosos.
· Nunca pipetear con la boca las muestras y/o los reactivos.
· No utilizar reactivos de lotes diferentes.
· No utilizar los reactivos después de la fecha de caducidad.
· Después de sacar los reactivos de la refrigeradora, dejarlos a temperatura ambiente antes de utilizar.
· Todos los productos inoculados deben ser considerados como potencialmente infecciosos.
· No volver a utilizar las tarjetas desechables, después de haber sido utilizadas.
· Algunas pruebas deben estar precedidas por su apropiado cultivo, aislamiento y pruebas bioquímicas preliminares, antes de realizar métodos serológicos y una identificación final.
· Al terminar la prueba, todo el material sucio y productos inoculados deben ser sometidos a esterilización por autoclave, incinerada o sumergida en un desinfectante germicida adecuado, antes de su eliminación.
· La interpretación de los resultados debe ser hecha por personal calificado, que tomará en cuenta el contexto clínico, el origen de la muestra, los aspectos macro y microscópico y su experiencia.

Aglutinación por Antígenos de Estreptococos:

· Un test positivo está indicado por la aparición de una aglutinación nítida de látex en 2 minutos en un círculo, lo cual permite la identificación de grupo.
· No tomar en cuenta las aglutinaciones débiles que pudieran aparecer en otros círculos.
· Una aglutinación intensa en varias suspensiones de látex, representa una mezcla de grupos o una cepa auto aglutinable. Volver a hacer el aislamiento de la colonia y el test de látex.
· Una vez a la semana verificar la reactividad de las suspensiones bacterianas. Para ello seguir las indicaciones del fabricante y reemplazar la cepa a analizar , por el control positivo. Debe aparecer una aglutinación en cada suspensión látex.
· También la especificidad del test se puede analizar utilizando cepas control como el Streptococcus pyogenes ATCC 19615 ó seguir la técnica sin emulsionar colonias en la enzima de extracción, o mezclar los reactivos de látex con una gota de NaCl 0.15 mol/l. No debe aparecer aglutinación en las suspensiones de látex.
· Pueden aparecer resultados falsamente negativos si se estudia una cantidad insuficiente de colonias
· Cuando se utiliza el método de detección directa de antígenos en muestras del tracto respiratorio superior, hay que tener en cuenta la baja sensibilidad del test, por lo que todo resultado negativo debe ser seguido por su correspondiente cultivo para verificar.

Detección de antígenos asociados a meningitis bacteriana:

· El antígeno de N.meningitidis Grupo B es más difícil de detectar, ya que está relacionado estructural e inmunologicamente con el antígeno de E.coli K1. Por ello una reacción positiva con éste antisuero en LCR de recién nacido o prematuro, indica en la mayoría de los casos la presencia de E.coli K1. En un sujeto de más edad, si puede indicar la presencia de N. meningitidis Grupo B.
· La sensibilidad de éste látex de aglutinación tiene un rango entre 65% para
· S. pneumoniae y 95% para H. influenzae.
· Como otras pruebas de látex, un valor positivo depende del nivel de antígenos detectable. Este es un test de descarte, que no reemplaza al cultivo.
· Cada laboratorio debe evaluar la sensibilidad, especificidad y valor predecible para su población de pacientes.
· Aglutinación por Salmonella sp :
· Sea estricto en el tiempo de la reacción.

Miembros del grupo Salmonella están antigénicamente relacionados a Citrobacter y Arizona. Antígenos de estos microorganismos tienen estructuras compartidas, por lo que puede haber reacciones cruzadas.

Por esto es importante que la prueba de aglutinación por Salmonella solo se realice a aquellas cepas que muestran patrón bioquímico del género Salmonella.

CONTROL DE CALIDAD DE LA PRUEBA DE SENSIBILIDAD A LOS ANTIBIÓTICOS MEDIANTE DISCO:

Es importante tener presente que ésta prueba a sido designada exclusivamente para examinar microorganismos de rápido crecimiento, utilizando la normativa SLCI M2-A6 , volumen 13, número 24.
Este método no es útil para organismos fastidiosos, de crecimiento lento o para anaerobios.
El método de difusión simple en agar es sin lugar a dudas el sistema de mayor uso para la realización de la sensibilidad bacteriana. Hay que tener en cuenta el gran valor de ésta prueba en la detección temprana de multiresistencia, escogencia y valoración de un antibiótico frente a un microorganismos patógeno, protección de infección, estudios epidemiológicos, etc .
La prueba de sensibilidad a los antibióticos consta de varios elementos que deben ser tenidos en cuenta: El medio de cultivo, inoculo, incubación, lectura e interpretación y el reporte.

Control de calidad del medio de cultivo:

Agar Mueller-Hinton:

La calidad del agua es determinante, ya que la misma debe estar libre de iones metálicos. Las variaciones de cationes divalentes, principalmente calcio y magnesio, afectará los resultados con Aminoglicósidos, Tetraciclina y Colistina, cuando se prueban ante cepas de Ps. Aeruginosa.

Un contenido excesivo en catión, reducirá la zona de inhibición, mientras que un escaso contenido en catión, puede dar un inaceptable aumento en el tamaño de la zona.

Servir en platos Petri grandes de 150 x 15 mm preferiblemente o 100 x 15 mm, con una profundidad de 4 a 5 mm

Aproximadamente se utilizan 25 cc para platos de 100 mm y 60 cc para platos de 150 mm.

Volúmenes mayores de medio provocan disminución en el tamaño del halo de inhibición, y volúmenes menores halos más pequeños.
Se deben seguir las normas generales establecidas para almacenamiento del medio de cultivo.

Los platos Petri deben ser colocados en la incubadora para secarlos de restos de agua producto de la condensación, antes de ser utilizados para no diluir el inoculo bacteriano.

Control de calidad de los discos de sensibilidad:

Las metas de un programa de control de calidad van destinadas a monitorear:

· La precisión y exactitud del procedimiento de la prueba de susceptibilidad, el comportamiento de los reactivos utilizados en la prueba y la actuación de las personas que llevan a cabo las pruebas y sus resultados.
· Los discos deben ser almacenados a un temperatura entre –20 y +8°C.
· Algunos discos, especialmente los de antibióticos ß-lactámicos deben guardarse congelados a -20°C. Solo los viales en uso deben mantenerse a temperatura de refrigeración.
· Al sacarlos de la refrigeradora para su uso, espere a que los viales alcancen la temperatura ambiente por 1 a 2 horas.
· Siempre utilice primero los viales con fecha de caducidad más próxima.
· Siempre que un cartucho a sido extraído del paquete, éste debe guardarse en un desecador que cierre perfectamente.
· Los discos son colocados en el medio a una distancia de más de 24 mm del centro de uno al centro del otro. En todo caso no colocar más de 12 discos en una placa de 150 mm, ni más de 5 discos sobre la placa de 100 mm.
· Procurar no colocar discos de antibióticos bactericidas ( Ej. Penicilina, Cefalosporinas, Aminoglicósidos, Vancomicina ) al lado de antibióticos bacteriostáticos ( Ej. Cloranfenicol, Tetraciclina, Sulfonamidas ) para evitar el antagonismo antibiótico.
· Colocar las placas en la incubadora dentro de los 15 primeros minutos después de su aplicación.
· Para verificar el estado de los discos de sensibilidad, utilice cepas control ATCC, las cuales son seleccionadas por su estabilidad genética y por su utilidad en el método utilizado. Estas cepas se corren como una muestra más y se correlaciona el tamaño de los halos de inhibición con las medidas expresadas en los Manuales SLCI M2-A6.
· Entre las cepas ATCC ( American Type Culture Collection ) recomendadas están:

Streptococcus pneumoniae ATCC 49619
Haemophilus influenzae ATCC 49247 y 49766
Neisseria gonorrhoeae ATCC 49226
Escherichia coli ATCC 25922 y 35218

( La E coli 35218 como organismo de control para combinaciones con inhibidor de betalactamasa, como aquellos que contienen ácido clavulánico, sulbactam o tazobactam ).

Staphylococcus aureus ATCC 25923 y 29213
Pseudomona aeruginosa ATCC 27853
Enterococcus faecalis ATCC 29212 ( Para ser utilizado con discos de alto contenido de Aminoglicósidos )

EL ESTANDAR McFARLAND:

La densidad de la turbidez del Estándar McFARLAND deberá ser verificada utilizando un espectrofotómetro con dirección de luz de 1 cm y cubetas adecuadas para determinar absorbancia. Para realizar el control de un estándar McFARLAND de 0.5 , la absorbancia deberá leer entre 0.08 a 0.10 a una longitud de onda de 625 nm.
La suspensión de Sulfato de Bario deberá transferirse en alícuotas de 4 a 6 ml dentro de tubos con rosca. Estos tubos deberán guardarse a temperatura ambiente en un lugar fresco y oscuro.
Antes de ser usados, los patrones deberán agitarse para una adecuada homogenización.
Mensualmente los patrones son descartados y vueltos a preparar, o en su defecto se debe comprobar su densidad.

Habituales causas de error en la prueba con disco:

· Error administrativo en la transcripción de los datos del control de calidad.
· Lectura errónea al medir el diámetro de la zona.
· Contaminación u otros cambios en la cepa control.
· Suspensión del inóculo demasiado fuerte o demasiado débil.
· Mala agitación del estándar McFarland o estándar dañado.
· Incorrecta temperatura, tiempo o atmósfera de incubación.
· Perdida de la potencia del disco durante su transporte, su manejo o su almacenaje en el laboratorio.
· Control de calidad de la lectura e interpretación:
· Cuando se va a determinar la sensibilidad del S. Pneumoniae a la Penicilina, utilizar un disco de Oxacilina de 1 µg.
· Las cepas de S. Pneumoniae con zonas de Oxacilina de >/- a 20 mm son susceptibles a penicilina ( CIM · Se recomienda utilizar un disco de Oxacilina de 1 µg para probar Resistencia a Oxacilina y Meticilina de los Estafilococos. Esto se debe a que la Oxacilina es más resistente a la degradación durante el almacenaje y porque es más probable que detecte a las cepas heteroresistentes de Estafilococo.
· Las pruebas para detectar Estafilococos Meticilina Resistentes ( MRSA), deben incubarse a 35° C por 24 horas exactas.
· Los Estafilococos meticilina resistentes deberán informarse como resistentes a todos los Cefems y otros betalactámicos, así como Ampicilina/ácido clavulánico, Ampicilina/Sulbactam, Ticarcilina/ácido clavulánico, Piperacicilina/Tazobactam e Imipenem, independiente de los resultados in vitro con dichos agentes.
· Los Enterococos pueden ser resistentes a Penicilina y a Ampicilina debido al desarrollo de poca afinidad de las proteínas fijadoras de penicilina ( PBP’s) o a la producción de betalactamasa. Las pruebas de difusión en disco pueden detectar con exactitud los aislamientos que poseen alteradas las PBP’s , pero no detectarán con fiabilidad las cepas productoras de betalactamasa. Estas últimas han de detectarse con pruebas directas de betalactamasa ( Ej. Cefinasa ).
· Las placas han de leerse con luz transmitida para visualizar cualquiera pequeña colonia dentro del halo, que haría la cepa resistente.
· Cuando se trata de Sulfonamidas, los microorganismos deben desarrollarse por varias generaciones antes de que ocurra inhibición, por lo que se hace caso omiso del crecimiento leve, al igual que de un vestigio de proliferación dentro del halo de inhibición.
· Si se observan colonias dentro de un halo de inhibición, deberá confirmarse la pureza de la cepa y repetir la prueba.
· La difusión ( " swarming ") de los Proteus sp no es inhibida por todos los antibióticos, por lo que no se toma en cuenta.
· Ocasionalmente se pueden observar varis colonias esparcidas por una zona de inhibición. Este fenómeno es constante para la Serratia sp y la Polimixina. Las colonias se considerarán significativas y la cepa resistente
· Solo es necesario probar una Tetraciclina y sus resultados son equivalentes a la Tetraciclina, Minociclina, Doxiciclina.
· Los resultados obtenidos con al Polimixina, pueden aplicarse a la Colimicina. Su halo es pequeño debido a su pobre difusión en agar.
· Se ha informado que algunas cepas de Providencia sp dan resultados de sensibilidad falsos con discos de Cefprozil , las cepas de éste género no deben analizarse ni informarse con éste disco.
· Los Estafilococos resistentes a la Meticilina, Oxacilina o Nafcilina, también puede ser informados como resistentes a la Penicilina, Cefalosporinas, carbapenem y combinaciones de inhibidores de betalactamasa, a pesar de su aparente sensibilidad in vitro, lo cual no se refleja in vivo.
· La Cefalotina puede utilizarse para representar Cefalotina, Cefradina Cefaclor y Cefadroxil
· Los datos de sensibilidad al ácido nalidíxico, Nitrofurantoina, Norfloxacina, Sulfonamidas y Trimethoprim, se aplican solamente a cepas aisladas de infecciones urinarias.
· El disco de Sulfisoxazol puede ser usado para representar cualquiera de las Sulfonamidas disponibles.
· En cepas de Salmonella y Shigella, solo Ampicilina, una Quinolona y Trimethoprim/sulfametoxazol deben ser probados e informados de rutina en heces. Además el Cloranfenicol y una cefalosporina de tercera generación deben ser probados e informados en cepas de Salmonella sp extraintestinal.
· En cepas de Salmonella sp y Shigella sp, los aminoglicósidos y las cefalosporinas de primera y segunda generación, pueden aparecer como activos in vitro pero no son efectivos clínicamente y no deben ser informados como susceptibles.
· La prueba de la betalactamasa predice la resistencia a la Penicilina, Ampicilina y Amoxicilina.
· Las cefalosporinas pueden aparecer activas in vitro contra Listeria sp, pero no son efectivas clínicamente y no deben ser informadas como susceptibles.
· Los Enterococos sp las cefalosporinas, los aminoglicósido ( Excepto por resistencia de nivel alto ), Trimethoprim/sulfametoxazole y la Clindamycina, pueden aparecer activos in vitro pero no son efectivos clínicamente y éstas cepas no deben informarse como susceptibles.
· La susceptibilidad y resistencia a Azitromicina, Claritromicina y Diritromicina puede ser interferida por la prueba de Eritromicina.
· Solo los resultados de las pruebas de Ampicilina, una cefalosporina de tercera generación, el Cloranfenicol y Meropenem deben ser informados de rutina en todas las cepas aisladas de H. influenzae aisladas de sangre y LCR de pacientes con infecciones severas.
· Los resultados de las pruebas de susceptibilidad con Penicilina, Cefotaxime o Ceftriaxone, Meropenem y Vancomicina, deben ser informados de rutina en cepas de S. pneumoniae aisladas de sangre y LCR de pacientes con infecciones severas como meningitis y bacteriemia.




Verificación de antibiogramas atípicos:

· Examine primero por errores de trascripción.
· Reexamine la placa de sensibilidad.
· Evalué reportes previos del paciente para observar su patrón de sensibilidad anterior.
· Repita los test de identificación y sensibilidad a los antibióticos.
· Condiciones sugeridas que requieren verificación del resultado de Sensibilidad a los antibióticos :

· S. aureus resistente a Oxacilina.
· S. pneumoniae resistente a Penicilina.
· Cefalosporinas de amplio espectro ( Cefotaxime, Ceftriaxone ) resistente a S. pneumoniae.
· Streptococcus viridans penicilina resistente o intermedio, aislados de áreas estériles del cuerpo.
· Estafilococos o Enterococos resitentes a la Penicilina o intermedio.
· Enterococos con altos niveles de resistencia a la Gentamicina aislados de áreas estériles del cuerpo.
· Klebsiella sp o E. coli con potencial espectro de betalactamasa.
· ( Ej. Resistente a Ceftazidime ).
· Bacilos Gramnegativos no fastidiosos resistentes a Gentamicina-
· Tobramicina-Amikacina.
· S. maltophilia resistente a Trimethoprim-Sulfametoxazole.
· H. influenzae Ampicilina resistente y betalactamasa negativa.
· Un aislamiento para el cual el antibiograma es atípico para la especie.
· Ampicilina y/o Cefalotina susceptible para Enterobacter sp,
· Citrobacter freundii, Serratia marcescen y Ps. Aeruginosa.
· Klebsiella sp sensible a Ampicilina.
· Bacilos Gramnegativos Imipenem resistentes o intermedio, excepto S. maltophilia.Bacilos Gramnegativos Ciprofloxacina resistente, excepto S. maltophilia o B. cepacia.






CONTROL DE CALIDAD DE EQUIPOS Y MATERIALES DE TRABAJO:

Objetivo:

Todos los instrumentos utilizados en el laboratorio clínico, deben estar amparados por un programa de control de calidad y de mantenimiento preventivo, basados en las instrucciones del fabricante y los procedimientos establecidos.

Programa de mantenimiento:

Un programa de mantenimiento preventivo es esencial para asegurar la exactitud y longevidad del instrumento. El chequeo periódico recomendado es importante para minimizar el daño o la necesidad de servicio y reparación. El Director del laboratorio es responsable por el programa general, recayendo en el jefe de la sección la responsabilidad primaria en su área de trabajo.
Puede en algunos casos relegar la responsabilidad en el Departamento de Biomédica de la institución quienes coordinarán con la casa suplidora el programa de mantenimiento.
Manual Estándar de Procedimientos Operacionales:

· El Manual Estándar de Procedimientos Operacionales debe ser organizado por grupo de equipos.
· Un listado de los equipos debe incluir: nombre, marca, modelo, número de serie, fecha de recibo y número de inventario de la institución.
· El Manual debe incluir el récord de mantenimiento preventivo, periodicidad de la inspección y fallas del instrumento.
· El Manual debe estar accesible en todo momento.

Validación de Equipos:

Calibración del Instrumento:

Los equipos que requieren un exacto nivel de precisión para obtener un resultado seguro, requieren de una calibración periódica. La fecha de la calibración, frecuencia y resultado, deben ser mantenidos en un libro récord dentro del laboratorio.
Control de Calidad:

Todo equipo debe ser evaluado por un programa de Control de Calidad en base a las instrucciones del proveedor y las regulaciones internas del laboratorio. Debe mantenerse un libro récord de todo lo realizado al respecto, con el nombre del instrumento, fecha, resultado y comentarios. En otro capítulo se afianzarán los conceptos sobre éste tema.

INCUBADORAS:

· Controle diariamente la temperatura de las incubadoras, antes de sacar los platos y anote en una hoja control el resultado.
· Observe el termorregulador por cualquiera alteración en su posición preestablecida.
· Coloque las muestras, platos y tubos, en una posición segura.
· Un papel de filtro humedecido con agua en el fondo de la incubadora, es adecuado para mantener la humedad requerida.
· Las incubadoras de CO2 requieren medir el nivel de gas diariamente.
· El jefe de sección debe ser notificado cuando una incubadora falla en mantener el rango de temperatura aceptable.
· Observe microscópicamente las placas Petri para observar desecación.
· En incubadoras de CO2, se puede colocar un cultivo de N. Gonorrhoeae ATCC 43069 , subcultivandola cada día, para observar su óptimo crecimiento, ya que es un microorganismo que necesariamente requiere CO2 para crecer.
· Todas las incubadoras deben ser limpiadas mensualmente y llevar un récord de mantenimiento preventivo.

Refrigeradoras:

· Control diario de la temperatura.
· Coloque los platos Petri en posición invertida con la tapa hacia abajo.
· Mantenga la temperatura entre 4 – 8 ° C.
· Utilice refrigeradoras que no hacen escarcha.
· No coloque medios de cultivo aún ligeramente calientes dentro de la refrigeradora.
· Evite abrir con frecuencia la puerta de la refrigeradora.
· Lleve un registro de problemas de funcionamiento, causa y solución.
· No guarde alimentos en refrigeradoras para especímenes clínicos.

Microscopios:

· Cuidados y mantenimiento Diario Mensual Semestral
· Limpieza del aceite de objetivos, condensador,
· Apagar la fuente de luz
· Colocar cobertor contra el polvo
· Limpieza de Ocular, condensador, diafragma con líquido de limpieza de lentes
· Limpieza y ajuste del sistema óptico
· Limpieza y ajuste del sistema lumínico
· Limpieza y lubricación del sistema mecánico

Centrífugas:

· Elemento / acción Por corrida Diario Semanal Mensual Anual
· Verificar tubos por rajaduras
· Verificar por restos de vidrio o líquido dentro del portatubo o las copas
· Verificar por balance de cada lote
· Verificar por la temperatura de funcionamiento ( Refrigeradas )
· Limpieza de cualquier derrame
· Limpieza de la olla del rotor
· Limpieza externa
· Desinfección de la olla del rotor
· Verificación de brochas
· Chequeo del circuito eléctrico
· Certificación del velocímetro
· Medición de la temperatura interna con termómetro calibrado ( Centrífugas refrigeradas )
· Problemas y Limitaciones:
· Vibración
· Chequear por balance apropiado.
· Chequear tamaño de los tubos.
· Mirar si la centrífuga está sobre una superficie plana.
· Rotura
· Chequear tamaño de los tubos.
· Balance correcto.
· Verificar el interior de los portatubos
· Desprendimiento de tapas:
· Utilice tapas de rosca.
· Si no es posible, use Parafilm sobre los tapones de caucho.
· Siempre que sea posible utilice tubos de plástico.
· No centrifuge grandes volúmenes de líquidos inflamables, los cuales pueden producir vapores que pueden incendiarse durante la operación del equipo.
· La concentración de materiales infecciosos para cultivo puede realizarse en el área rutinaria de cultivo, siempre y cuando los tubos estén bien cerrados.
· No colocar las tazas o los porta tubos en el horno o autoclave para descontaminar.
· Evitar utilizar para la limpieza soluciones que contengan cloro o sal, ya que son altamente corrosivas.

EL CEPARIO:

Los sistemas de Validación son los procesos que se requieren para asegurar que los parámetros de funcionamiento de los test, tanto comerciales como los de uso domésticos, son los esperados y las pruebas pueden ser utilizadas como métodos de diagnóstico en el laboratorio. La mayoría de los procedimientos en Microbiología Clínica, dependen de que los microorganismos viables en el cultivo sean capaces de mantener sus características morfológicas, fisiológicas y que sean típicas y reproducibles. Para ayudar en este control, las Cepas Estándar de Control de Calidad, son un componente esencial de un proceso de validación.
Existen varias colecciones de cepas utilizables para el control de calidad. Algunos ejemplos son:

· ATCC : American Type Culture Collection- Rockville, USA
· NCIC : National Collection of Industrial Bacteria- Survey, Inglaterra
· JFCC: Japanese Federation of Culture Collection of Microorganism- Japón
· CCTM : Colección Nacional – Lille, Francia
· RIA: USSR Reseach Institute for Antibiotics- Moscú, Rusia.
· NCIB : Colección Nacional industrial – Aberdeen, Escocia
· DSM : Deutsche Sammlung von Mikroorganismen – Gottinger, Alemania.

Así, la E. coli ATCC 25922 es igual a la DSM 1103 y a la NCIB 12210.
Los organismos que han de ser utilizados en el control de equipos o sistemas de identificación, generalmente son estipulados por los fabricantes o bien escogidos por el usuario. Generalmente se utilizan cepas de referencia como las ATCC y si son cepas domésticas, es necesario tener un historial del organismo que incluye nombre, área de aislamiento, reacciones bioquímicas y patrón de sensibilidad a los antibióticos, forma de almacenaje, fecha de último transplante, etc
En todo caso, las cepas de referencia deben tener requisitos específicos:

· Características típicas.
· Características estables.
· Reproducibilidad

Métodos de Conservación de Cepas Bacterianas:

Los métodos de conservación de las cepas estándar de control de calidad, deben asegurar que las mismas mantengan sus características típicas y que puedan ser reproducidas después. El medio utilizado para su conservación debe mantener un mínimo de mutaciones. Estas mutaciones pueden evitarse permitiendo también el mínimo crecimiento del microorganismo y aportando óptimas condiciones ambientales para su sobrevivencia, con el menor número de subcultivos

Para una mejor clasificación de los métodos de conservación de cepas, se dividirán en tres categorías: Cultivos Stock, Semistock y Cultivos de Trabajo diario.

CULTIVOS STOCK:
Estos representan el verdadero " Banco de Cultivos" . Estos son mantenidos en un sistema cerrado de conservación, minimizando su actividad genética y fisiológica, para evitar su potencial mutación.
Los dos más importantes métodos para conservación en Stock, son la Liofilización y el Ultracongelamiento.

LIOFILIZACION:

Se hace una suspensión fuerte de un cultivo puro y joven en leche estéril o similar, y se coloca en tubos con rosca y se siguen las instrucciones del aparato liofilizador, que puede ser tan sencillo como un simple bomba de vacío, hasta un sofisticado sistema. Durante este proceso evitar que el cultivo se derrame dentro el aparato liofilizador y la formación de aerosoles
Este sistema tiene la ventaja de ser el que permite la sobrevivencia por un mayor periodo de tiempo y mayores facilidades para el transporte de las cepas.

ULTRACONGELAMIETO

Hacer una suspensión fuerte de la colonia pura en caldo Brucella conteniendo 15% de glicerol o sustituto. Dispensar en pociones de 0.5 ml en pequeños tubos con rosca y coloque en lo profundo del congelador a -45°C, también se puede utilizar la modificación de Ultracongelamiento en Nitrógeno líquido, que consiste en colocar en una ampolla especial dentro de un aparato específicamente designado para el mantenimiento de cepas en nitrógeno líquido.
Ambos sistemas preservan las bacterias por largos periodos de tiempo.

CULTIVOS SEMI STOC

Este término se refiere al mantenimiento de cultivos por un periodo intermedio entre el relativamente permanente cultivo en Stock y el cultivo de cepas control para el trabajo diario. De las 5 técnicas listadas a continuación, solo la de congelamiento es utilizable para el mantenimiento de cepas de anaerobios.

CONGELAMIENTO EN CONGELADOR CONVENCIONAL

Los congeladores convencionales pueden mantener una temperatura entre -10 a –25°C. Los cultivos se preparan de la misma manera como en el caso de la ultracongelación y son colocados en el congelador. El método permite la sobrevivencia de bacterias y levaduras en algunos casos por años y en la mayoría de las veces por al menos de 6 a 12 meses.

CULTIVO EN CTA:

Se preparan tubos con rosca conteniendo Cisteína- Tripticasa y Soya agar.
Inocular el cultivo puro y joven e incube por 18 a 24 horas para obtener un crecimiento moderado, afloje la tapa y mantenga a temperatura ambiente o preferiblemente en refrigeración, si es posible en la oscuridad. Microorganismos menos delicados sobreviven bien por un año y los fastidiosos por 6 meses.


CONSERVACIÓN EN MEDIO DE CULTIVO INCLINADO CON ACEITE MINERAL:

Es un método especialmente utilizado para hongos, pero es útil también para algunas bacterias.

En el caso de los hongos, se utiliza un cultivo joven y bien esporulado en un medio de cultivo inclinado, tal como agar de Sabouraud-dextrosa. Cubrir completamente con aceite mineral estéril.

El aceite debe ser esterilizado a 15 libras de presión por 45 minutos, para asegurar su esterilidad absoluta.

Para reactivar la cepa, colocar la boca del tubo cerca de la llama de un mechero o incinerador y remueva una porción visible de crecimiento con una asa estéril larga o una aguja.

Este método permite la sobrevivencia por muchos años.
Si el método se va a utilizar para conservar bacterias, se utiliza Agar de Cerebro-Corazón o agar Mueller-Hinton suplementados con hemoglobina al 2% e Isovitalex al 1%. Los medios se sirven en tubos con rosca. Se esterilizan y luego se les hace coagular en forma inclinada.
Las bacterias son inoculadas en el medio e incubadas a 35°C por 24 horas, tomando en cuenta sus requerimientos de oxígeno. Luego las cepas son cubiertas con aceite mineral estéril, hasta 1 cm por encima del final del inclinado. Los cultivos son viables por 2 años a temperatura ambiente.

MANTENIMIENTO EN TIERRA ESTÉRIL:

Es utilizado primeramente para hongos y bacterias esporuladas.
Esterilice en autoclave tierra suelta en tubos con rosca a 15 libras de presión por 1 hora. Haga una suspención fuerte del microorganismo joven y esporulado y colóquelo en el tubo con tierra estéril. Deje secar y colocarlo en un refrigerador.

CULTIVOS DE TRABAJO DIARIO:

Los cultivos control para el trabajo diario, son una forma conveniente para realizar el control de calidad de pruebas de uso frecuente y que requieren una lectura comparativa al momento de su lectura. Tal es el caso de las pruebas de coagulasa y oxidasa, entre otras. Para éste propósito se utilizan cultivos de 24 horas y son transplantados diariamente.

Bacterias resistentes:

Tal es el caso de Estafilococos y Enterobacteriaceas. Se transfiere una colonia joven de un cultivo en Stock o semistock y se transfiere a un tubo con agar nutritivo inclinado e incubar por un mínimo de tiempo tal que haya crecimiento. Guardar en refrigerador. Los cultivos para trabajo diario, son transferidos a otros tubos de agar inclinado cada mes por un intervalo de 6 meses. Después de éste tiempo, se debe volver a hacer otro pase del cultivo stock.

Bacterias delicadas:

Los cultivos de trabajo diario de organismos delicados como N. Meningitidis, N. Gonorrhoeae, S. pneumoniae y algunos menos delicados como el S. pyogenes, son preparados a partir del stock e incubados por 24 horas en medios apropiados como agar chocolate en ambiente de CO2 , para luego ser colocados en refrigeración. Después de una serie de 6 transplantes consecutivos, se debe preparar otro cultivo para uso diario a partir de la cepa en stock.

Bacterias anaeróbicas:

Los cultivos para trabajo diario de la mayoría de las bacterias anaeróbicas, pueden ser mantenidos en medio de carne cocida o en Tioglicolato con 0.5% de carbonato de sodio adicionado después de esterilizar por autoclave.
Los cultivos se incuban por 24 a 48 horas y guardados a temperatura ambiente.

Hongos:

Los cultivos de uso diario de hongos, son mantenidos en tubos con agar Sabouraud o sustituto..
Los cultivos se incuban a temperatura ambiente hasta que haya crecimiento, y ocurra la esporulación, para luego ser colocados en refrigeración. Los cultivos de trabajo deben ser transferidos cada 2 meses . Pasado éste tiempo se debe preparar otro cultivo de trabajo a partir de la cepa en stock.

Cultivos de trabajo comerciales:

Son preparados por casa comerciales utilizando cepas conocidas como la ATCC.. Estas son estables en refrigeración por un año. Tal es el caso de Bact-Chek de Roche Diagnostics, Bactrol Disk de Difco, entre otras.
Para reactivar las cepas se colocan en un caldo nutritivo como el caldo de Tripticasa y Soya e incubados por 24 horas a 35°C. Luego se hace un transplante a un medio de enriquecimiento o a agar sangre.

Mantenimiento del Cepario:

Se debe tener especial cuidado en el mantenimiento del cepario, ya que el mismo constituye una ayuda importante en la validación de equipos, materiales, reactivos y habilidad del personal. Debe existir un programa metódico de transplantes de cepas , archivo de cada uno de los cultivos con sus características bioquímicas, sensibilidad a los antibióticos, origen de la cepa, método de identificación, fecha de siembra y próximo transplante, etc


Cepas ATCC:

En nuestro medio por situaciones muy especiales y altamente beneficiosas, podemos tener acceso a las cepas control del American Type Culture Collection ( ATCC ) , la colección más grande e importante del mundo. Estas cepas bacterianas pueden ser utilizadas como control en una gran variedad de utilidades, lo cual nos permite conocer el grado de confiabilidad de los productos comerciales o elaborados en el laboratorio:

Cepas de referencias ATCC:

Microorganismo ATCC Medio Característica

E. coli 25922 McConkey Colonia rosada
S. typhimurium 14020 McConkey Colonia incolora
P. mirabilis 12453 McConkey Colonia incolora
E. faecalis 29212 McConkey No crece
St. pyogenes 19615 Agar sangre ß-hemólisis
St. pneumoniae 6305 Agar sangre alfa-hemólisis
S. epidermidis 12228 Agar sangre no hemolítico
Candida albicans 60193 Agar sangre no hemolítica
Candida albicans 60193 Tubos germinales Positivo
Candida tropicalis 66029 Tubos germinales Negativo

Microorganismo ATCC Medio Característica

S. aureus 25922 Manitol salado Colonia amarilla
S. epidermidis 12228 Manitol salado Colonia incolora
P. mirabilis 12453 Manitol salado No crece
M. tuberculosis (TBC) 2577 Low-Jensen Crece. Incoloro
M. kansassi ( I ) 12478 Low-Jensen Crece. Amarillo + luz
M. scrofulaceum (II ) 19981 Low-Jensen Crece. Amarillo – luz
M. intracellulare ( III ) 13950 Low-Jensen Crece. Incoloro
M. fortuitum ( IV ) 6841 Low- Jensen Crece. < 7 días.
E. coli 25922 Low-Jensen No crece

Listado De Cepas Atcc Sugeridas Para Control De Calidad

MICROORGANISMO ATCC

Campylobacter jejuni 33290
Enterococcus faecalis 29212
Escherichia coli 25922
Escherichia coli 35218
Proteus vulgaris 8482
Pseudomona aeruginosa 27853
Salmonella typhimurium 14028
Shigella sonnei 9290
Shigella sonnei 25911
Shigella flexnerii 12022
Enterobacter aerogenes 13048
Staphylococcus aureus 25923
Staphylococcus aureus 29213
Staphylococcus epidermidis 12228
Steptococcus pyogenes 19615
Streptococcus pneumoniae 6305
Streptococcus pneumoniae 49619
Streptococcus faecalis 19433
Haemophilus influenzae 49247
Haemophilus influenzae 49766
Neisseria gonorrhoeae 49226
Escherichia coli 0157:H7 43894
Bacteroides fragilis 23745
Clostridium perfringes 3624
Clostridium sporogenes 19404
Clostridium tertium 19405
Clostridium novyi A 19402
Fusobacterium necrophorum 25286
Fusobacterium nucleatum 25586

Transporte de cepas bacterianas:

La mayoría de las naciones han implementado regulaciones internacionales para el empaque y transporte de materiales biológicos potencialmente nocivos para el hombre o los animales. Estas reglas intentan proteger al público de accidentes al tener contacto directo o indirecto con dichos productos. El personal que prepara éste envío debe ser apropiadamente entrenado en las formas de empaque y en las regulaciones internacionales que lo rigen.

Algunas regulaciones extranjeras:
· U.S Public Health Service, 42 CFR part 72,
· Interstate shipments of Etiologic Agents.
· International Air Transport Association.
· Dangerous Goods Regulations.
· Unites Nations
· Recommendations of the Committee of Experts on the Transportation of Dangerous Goods.
· U.S Department of Labor, Occupational Safety and Health Administration, 29 CFR
· Part 1910.1030, Bloodborne Pathogens.

Generalmente el transporte de agentes etiológicos requiere un doble o triple empaque, dependiendo de las regulaciones del país de destino. Si la cepa está contenida en un tubo de vidrio, se recomienda que sea pequeño y de vidrio grueso. Este a su vez debe estar inmerso en un envase de metal con material aislante como el aserrín o foam desmenuzado. A éste envase se le puede adicionar otro que contenga igualmente aserrín o foam , dependiendo de las regulaciones y por último la caja externa no porosa, con recubrimiento de cera en su interior y a prueba de derrame. En ésta caja irán las etiquetas, guía aérea, etiquetas de advertencia, números telefónicos para contactar en caso de emergencia, tanto en el país de origen como en el de destino. Igualmente se etiquetará con un símbolo de material peligroso de color rojo.

SUPERVISON DEL PERSONAL:

El personal es el factor más importante en la calidad del trabajo en el laboratorio de microbiología. Este personal debe tener una dedicación y actitud positiva hacia el trabajo, capacidad académica, actualización constante y contar con los elementos indispensables para su labor.

Evaluación del personal:

La competencia del personal de microbiología, debe ser certificada por la revisión de su hoja de trabajo, la interpretación de muestras desconocidas, su habilidad técnica y exámenes escritos anuales. Se debe llevar un registro profesional acerca de su evaluación académica, reporte sobre su capacidad de trabajo, asistencia a programas de educación continuada, responsabilidad, asistencia, trabajos de investigación, charlas, conferencias y su evaluación profesional anual.

Todo nuevo empleado que se adicione a la plantilla de la sección, debe ser documentado, evaluado y certificado, incluyendo las fases pre-analíticas, analíticas y post-analíticas de funcionamiento del laboratorio.

Evaluación del informe final:

El resultado final de la evaluación de un espécimen clínico luego de cumplir con todas las etapas de investigación, es el informe final que implica una identificación etiológica, si la hubiera, y su correspondiente sensibilidad a los antibióticos. Para llegar a éste resultado, el laboratorio de microbiología debe haber agotado todos los elementos diagnósticos de que dispone y hacer un juicio respecto a la posibilidad de que dicho informe represente el potencial agente infeccioso, tomando en cuenta los factores que están involucrados tales como el tipo de muestra, microorganismo aislado, edad del paciente, procedencia, informes previos, frotis directo y el patrón de comportamiento frente a los antibióticos, entre otros.
En todo informe final debe prevalecer el concepto de rapidez y seguridad diagnóstica. Es recomendable y así está establecido en Manuales foráneos, que los resultados sean evaluados antes de su envío por un el jefe del laboratorio de microbiología o en su defecto por un Supervisor con experiencia y capacidad demostrada, con el fin de minimizar potenciales errores, omisiones o interpretaciones del informe final, tomando en cuenta el valor que éste reporte tendrá en la evaluación, tratamiento y la salud del paciente.
Es importante en ésta etapa establecer los " Valores de Alerta " en microbiología, los cuales son aquellos resultados de mayor preponderancia, ya sea por el tipo de microorganismo involucrado o por su significado en el control de enfermedades de notificación obligatoria.

Control de calidad externo:

Es recomendable que los laboratorios de microbiología puedan participar en programas de evaluación externa. Estos programas miden la capacidad del laboratorio para evaluar un desconocido y llegar a un resultado seguro.

Los mismos consisten en la identificación de muestras o microorganismos desconocidos en los cuales se debe informar del resultado de la identificación, pruebas utilizadas para el diagnóstico etiológico y sensibilidad a los antibióticos.

El Director del laboratorio debe escoger el programa que sea consistente con el nivel de calidad de su laboratorio. Generalmente estos desconocidos vienen con un abstracto clínico y son recibidos al menos 2 veces al año. Los laboratorios que ofrecen éstos programas invalidan aquellos laboratorios que fallan en responder el cuestionario, por lo que es necesario mantener un contacto muy especial para no perder éste beneficio. Los resultados de la evaluación de los desconocidos deben ser discutidos por todo el personal antes de su informe al laboratorio generador del programa.